某個基因如何影響癌症發展呢？抑制這個基因是否可以對抗癌症呢？實驗中常會需要探討某個
基因的特定功能，最常用的方式就是透過慢病毒送入特定基因，可以是過量表現此基因，或是透過 RNAi 系統削弱基因表現。其優點在於製備相對容易，可以同時感染症在分裂以及未分裂的細胞，而且製備完的慢病毒只具有一次性感染力，感染的細胞無法再製作出慢病毒，因此相當地安全。
慢病毒為反轉錄病毒，現在的慢病毒系統大多是根據人類免疫缺陷病毒 (HIV)，安全的原因在於去除了致病的基因部分，只取其重要的基因，並且分成數個質體。第二代 (second generation) 包裝系統是分成三個質體：
1. 包膜 (envelope) 質體負責表現病毒的 VSV-G 醣蛋白，有助於包膜的形成以及增加感染力。
2. 包裝 (packaging) 質體負責表現病毒 RNA 包裝所需要的蛋白質，包含 Gag, Pol, Rev, Tat：
2.1. Gag 負責產生病毒的蛋白質外殼，包住病毒 RNA。
2.2. Pol 會產生反轉錄酶 (reverse transcriptase, RT) 和整合酶 (integrase, IN)，反轉錄酶負責將病毒 RNA 反轉錄成 cDNA 和將 cDNA 轉變成雙股 DNA，而整合酶會將雙股 DNA 隨機嵌入宿主的染色體 DNA 中，成為宿主的一部分，所以慢病毒可以用來製作穩定表現基因的細胞株。
2.3. Tat 會促進病毒的基因表現，增加轉錄的效率。
2.4. Rev 負責將病毒 mRNA 轉移到細胞質中，幫助其轉譯和包裝。第三代 (third generation) 包裝系統則是進一步將 Rev 拆成另一個質體，總共四個質體，具有更高的安全性。
3. 轉移 (transfer) 質體負責產生病毒 RNA 染色體，也就是我們要送入表現基因的質體。在目標表現基因的兩端有 LTR (long terminal repeat)，這兩端特殊序列就是病毒包裝時的辨認區域，也是整合酶作用的區域。原生的病毒所有的基因都會在這兩段之中，使得包裝出來的病毒擁有全部的重要基因，能夠在下次感染宿主時，再度表現所有的蛋白質，重新包裝出新的病毒顆粒。而隨著這些基因被拆解到其他兩個質體，兩端 LTR 只剩下科學家們要研究的基因，因此製作出來的病毒雖然具有感染力，但是其 RNA 染色體卻沒有包含包裝用的基因，使得我們操作起來相對安全。另外，除了研究目標基因，通常還會再加入報導基因 (如螢光蛋白) 和篩選基因 (如 puromycin 抗性基因)，可以幫助觀察和篩選。
慢病毒可以用於短暫地基因表現，也可以用來製作穩定的細胞株 (stable clone)，對細胞傷害很低，不會影響細胞正常的生理。而慢病毒的包裝大抵可以分成三步驟：慢病毒包裝、慢病毒濃縮、效價測量。
一. 慢病毒包裝
包裝使用的細胞株通常選用 HEK293T，此為高轉染效率細胞，培養液選用 DMEM (10% FBS)，有些人建議添加其他營養物質，如 sodium pyruvate, NEAA, glucose, glutamine，不過實際上是否可以提高慢病毒產量需要實驗者自己確認。另外，HEK293T 細胞必須要處於健康的狀態，型態正常而且解凍繼代次數小於十次。
包裝的步驟為質體轉染和收集上清液。質體轉染的步驟按照使用試劑的廠商說明，均勻混合質體和試劑後，加入細胞。轉染完成後，大約於48-72小時會產生大量的慢病毒到細胞培養液中，因此只要收集上清液即可得到慢病毒。建議可於48和72小時各收一次上清液。使用 3000 g 離心15分鐘去掉細胞殘餘之後即可進入濃縮步驟。
轉染需要注意的部分可分成細胞本身、質體以及轉染步驟：
1. 細胞：
i. 細胞使用的培養液：
如同前面所述，不同的實驗室建議不同的添加成分，需要以實驗證明，不過大部分都會建議不要加入抗生素，如 PS (penicillin and streptomycin)，會降低病毒的活性。
ii. 轉染當下細胞的狀態：
通常是前一天種細胞，當天約六到八成滿，過少的細胞降低轉染的目標，過多的細胞則會抑制轉染的效率。
2. 質體；
i. 質體的品質：
由於病毒包裝質體通常長度很長，超過10Kb，而且常會有重複的片段，建議使用適合大質體的勝任細胞放大質體，如 Stbl3，可避免發生重組而使質體失去活性。另外，質體的抽取放大應避免使用沉澱方式，而建議使用管柱的方式，增加純度。
ii. 質體間的比例：
三個 (第二代) 或四個 (第三代) 的質體之間會有特殊的比例，網路上可以找到一些人的建議，不過實驗室第一次使用時可以嘗試不同比例，找到最佳比例之後固定就可以了。
3. 轉染步驟：
i. 轉染使用的混和液：
質體 DNA 和試劑混和時，血清會破壞試劑和質體 DNA 的交互作用，所以建議使用無血清的培養液混和試劑和 DNA，有些廠商會直接提供反應的混和液，有些則建議使用 Opti-MEM。而混和好的試劑和 DNA 可直接加入含有血清的培養液中，不會受血清的影響。
ii. 質體試劑的比例：
基本上按照廠商建議，可以嘗試微調比例。
二. 病毒濃縮
由於病毒顆粒非常微小，所以不容易沉澱下來，最早以前使用超高速離心來濃縮病毒，透過施加高重力的方式，才能夠沉澱出病毒顆粒。但是因為超高速離心機較為昂貴，並不是每個實驗室都會擁有，所以後來研發出 PEG 沉澱法和層析法。所有操作病毒過程盡量置於低溫冰上，濃縮完的病毒分裝後存放於-80度，盡量避免反覆解凍。
1. 超高速離心：
離心步驟設定110,000 g 3-4小時。通常會搭配其他介質提高病毒純度，最簡單的就是蔗糖溶液，由人工配置不同濃度的蔗糖溶液，從高濃度開始依序加入離心管中，形成一濃度梯度，最後放入病毒溶液。超高速離心作用之下，病毒顆粒會緩慢下降，直到密度相等的介質中，此方法可以得到高純度的病毒液，不過麻煩的是濃度梯度的建構和最後提取病毒層的困難度。也可以使用單層的高濃度蔗糖溶液 (15-20%)，那麼病毒就會沉澱到最下層，操作起來較為方便。
2. PEG 沉澱法：
PEG (polyethylene glycol) 為水溶性的非離子性聚合物，一般使用分子量2000-8000 的 PEG。另外會添加 NaCl，在高鹽濃度下，病毒顆粒會吸附在 PEG 上，只要低重力的離心 (5000 g 兩小時) 即可沉澱病毒顆粒。PEG 濃度為3-10%，而 NaCl 為 0.3-0.8 M，混合好 PEG 和 NaCl 的病毒液需要於4度反應過夜。
此方法最大的好處在於簡單和便宜，實驗室可以自行操作，缺點是需要一個晚上的反應時間。
3. 層析法：
層析法最大的好處在於可以一次處理較多的病毒溶液，缺點是必須使用高離子濃度或改變酸鹼度沖洗病毒下來，容易降低病毒的活性。可以使用陽離子交換管柱層析法和親合層析法，前者是透過病毒表面的正電荷吸附在管柱上，後者則是透過抗體的方式結合病毒表面蛋白。不過層析法大部分都還在實驗室階段，市面上不容易取得。
三. 病毒效價測量
病毒效價測量可透過檢測病毒本身的 RNA 或蛋白質含量，或是實際感染細胞檢測報導基因或是抗生素抗性基因表現。
1. 檢測病毒 RNA：
此方法是藉由即時定量聚合酶連鎖反應 (qPCR, real-time PCR) 偵測病毒 RNA 的含量。藉由針對 LTR 的引子，加上已知濃度的標準品一起進行反應，由標準品和樣本的 CT (threshold cycle) 差距推估樣本的 RNA 含量。此方法簡單快速而且可以一次檢測多個樣本。SYBR 試劑可以參考 2X ACE SYBR® qPCR Master Mix (ACE Biolabs, EP2016)。
2. 檢測病毒蛋白質：
此方法是由抗體偵測病毒表面蛋白質的含量 (capsid)，現在市面上有15分鐘即可完成的快篩，或是4-6小時的 ELISA。快篩方式是類似驗孕片的機制，最後產生出一條色帶，由顏色深淺判斷病毒含量，此方法雖然快速，但是只能粗略估計。而 ELISA 法雖然耗時較長，但是透過和標準品的比對，可以有比較精確的結果。抗體的使用可以放大訊號，可以大幅度地降低偵測極限。
3. 實際感染細胞：
偵測病毒 RNA 或蛋白質的方法雖然快速 (一天內完成)，但是只能知道總體病毒顆粒的數目，無法得知「具有感染力」的病毒顆粒數目，因此需要實際感染細胞。具有報導基因的轉移質體可以透過偵測螢光細胞的數目，計算出病毒感染力，螢光細胞數目除以病毒給予體積即可得到結果。而具有篩選基因的轉移質體則比較複雜，必須給予細胞不同體積的病毒，以抗生素篩選後，以未被感染和未加抗生素的細胞當作100%，計算出相對存活率，再找出線性區域推算出固定體積的病毒液可以感染多少細胞。細胞存活的數目測量可以使用 CCK-8 Cell Counting Kit (ACE Biolabs, CC1007)。
慢病毒包裝三個流程並沒有太大困難，包裝步驟關鍵在於質體本身的品質和比例，需要實驗室多加試驗。而濃縮步驟最大的問題在於，不論是透過何種方法，多少都會降低病毒的活性，實驗者需要找到最適合自己實驗室的方法。而效價測量的方法各有好壞，快速的方法比較不精準，而精準的方法需要長時間實驗，實驗者需要視情況選擇最好的方法。最後就是雖然慢病毒相對一般病毒而言安全許多，不過還是要特別注意，小心病毒液沾染到實驗器具，以及操作時需要穿戴手套。
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